质保3年只换不修，厂家长沙实了个验仪器制造有限公司

一、引言

细胞活性是评价细胞培养质量与实验可靠性的重要指标之一。活细胞比例（Cell Viability Ratio）反映细胞群体中处于健康、具备代谢功能状态的细胞占总细胞数的百分比，通常用于判断细胞培养是否处于适宜生长阶段、实验处理是否造成细胞损伤、药物毒性效应是否显著等。
传统的细胞活性评估多依赖显微镜观察和人工计数，方法繁琐、主观性强且重复性差。赛默飞Invitrogen Countess 3 自动细胞计数仪通过光学成像、AI识别算法和染料透膜分析技术，实现了快速、客观、准确的活细胞比例检测，为细胞实验提供了标准化数据支持。

二、活细胞比例的定义与意义

1. 定义

活细胞比例（Viability %）是指样品中未受损、膜完整的活细胞数量占总细胞数量的百分比，其计算公式为：

Viability (%)=Number of Live CellsTotal Cell Count×100\text{Viability (\%)} = \frac{\text{Number of Live Cells}}{\text{Total Cell Count}} \times 100Viability (%)=Total Cell CountNumber of Live Cells×100

该指标用于反映细胞群体的整体健康状况，是细胞实验质量控制的重要参数。

2. 实验意义

活细胞比例直接影响实验结果的可靠性：

• 在细胞传代时，过低的活性会影响培养成功率；

• 在药物筛选或毒性实验中，活性下降说明细胞受到显著损伤；

• 在转染与感染实验中，高活性保证了外源基因有效表达；

• 在生物制药中，细胞活性关系到产物表达水平与生产稳定性。

因此，建立精准、可重复的活细胞检测系统，是现代细胞生物学与生物制药研究的基础要求。

三、Countess 3活细胞比例检测原理

Countess 3的活细胞检测原理综合了光学成像分析、染料透膜法与图像智能识别算法三大技术环节，通过对细胞膜完整性与染料渗透性差异的识别，快速区分活细胞与死细胞。

1. 光学识别基础

仪器采用高分辨率明场成像系统，通过10×等效放大倍率镜头与均匀LED照明捕获细胞影像。细胞在明场下呈现清晰边界与内部结构，系统利用灰度、形态和轮廓特征识别单个细胞。活细胞由于内部折射率均匀、透明度高，在图像上呈现明亮无染区域，而死细胞则因吸附染料呈深色或不规则形态。

2. 染料透膜法原理

最常用的检测方案为台盼蓝（Trypan Blue）排除法。

• 原理：台盼蓝是一种亲水性染料，无法穿透完整的细胞膜。

• 活细胞膜结构完整，阻止染料进入，因此在显微成像中呈透明状态；

• 死细胞膜破裂或通透性增加，染料渗入后与细胞蛋白结合，使其在图像中显示为深蓝色。
  Countess 3根据图像中细胞亮度差异自动区分活、死细胞数量，从而计算出活细胞比例。

3. 图像算法分析

仪器的图像分析软件通过AI模型提取图像特征，包括：

• 细胞圆度与面积；

• 灰度阈值；

• 染色强度；

• 细胞边界锐度。
  算法自动剔除杂质、碎片及气泡，并将染色细胞识别为“死细胞”，未染色者识别为“活细胞”。系统可在约10秒内完成全部分析并输出结果。

四、检测流程与操作要点

1. 样品准备

1. 收集处于对数生长期的细胞，确保形态均一；

2. 充分混匀细胞悬液，取样前轻轻颠倒或短时振荡；

3. 若使用贴壁细胞，应先用胰酶消化并制成单细胞悬液；

4. 细胞浓度建议在1×10⁵–5×10⁶ cells/mL范围内，以获得最佳识别效果。

2. 染色步骤

1. 吸取10 µL细胞悬液；

2. 按1:1比例加入0.4%台盼蓝溶液；

3. 轻轻混匀，静置30秒后上样检测；

4. 若使用荧光染料（如SYTO 9/PI），需避光操作并在10分钟内完成分析。

3. 上样与检测

• 将混合样品加入一次性Countess计数芯片或可重复载片；

• 将载片插入仪器样品槽，选择“Viability”模式；

• 系统自动聚焦、捕获图像并计算活细胞比例；

• 分析结果以数值和直方图形式显示。

五、活细胞比例结果输出

Countess 3的检测结果包含多项参数，全面反映样品状态：

系统还可生成统计图，包括：

• 活细胞与死细胞直方图；

• 细胞大小分布图；

• 活性变化趋势曲线。

六、检测精度与重复性

1. 准确度

通过与手动血球计数板法对比，Countess 3的活性测量相关系数R²达到0.98以上。误差通常低于±3%，显示出高度准确性。

2. 重复性

在相同样品条件下重复检测10次，变异系数（CV值）小于3%。这种高重复性得益于：

• 稳定的光源输出；

• 自动聚焦系统；

• AI算法一致性识别；

• 标准化染料检测流程。

3. 与荧光法的兼容性

在使用双染体系（如SYTO 9/PI）时，Countess 3的荧光通道能够实现多通道信号分离，确保各通道间的信号无串扰，使活细胞与死细胞区分更清晰。

七、影响活细胞比例准确性的因素

1. 样品质量

• 若样品含有大量碎片或聚团，系统可能误识别；

• 建议使用过滤或轻度酶消化去除聚团。

2. 染料比例与时间

• 染料浓度过高会造成活细胞误染；

• 染色时间过长导致细胞膜通透性变化；

• 标准推荐比例为1:1，反应时间控制在1分钟内。

3. 芯片或载片问题

• 气泡、划痕或液体不均匀分布会影响光学成像；

• 使用前应检查载片清洁度并确保液体均匀充满计数腔。

4. 操作环境

• 温度过低可能影响细胞膜通透性；

• 光照强度过高可能造成染料光降解；

• 操作环境应保持恒温、避光。

八、常用染料及检测方式

Countess 3 FL版本可支持多种荧光检测通道（如GFP、RFP、DAPI），实现不同染料的独立识别与叠加分析。

九、数据分析与解释

1. 活细胞比例范围评估

• >90%：细胞状态良好，适合传代、转染或冻存；

• 70–90%：细胞存在轻度应激，需优化培养条件；

• 50–70%：细胞受损显著，建议更换培养基或重新接种；

• <50%：细胞群体严重衰亡，不适合继续实验。

2. 活性下降的常见原因

• 过度传代或高密度培养导致营养匮乏；

• 培养基污染或pH变化；

• 药物处理剂量过高；

• 低温或冻融不当引起膜破裂。

Countess 3可通过连续检测不同时间点样品，绘制活性变化曲线，为实验优化提供参考。

十、典型应用场景

1. 细胞培养质量控制
   在传代、冻存或复苏前测定活性，确保实验起始状态一致。

2. 药物毒理学研究
   通过活性变化判断药物对细胞的抑制或杀伤作用。

3. 基因转染与病毒感染实验
   活性高低直接影响转染效率与病毒复制水平。

4. 干细胞与免疫细胞研究
   精准控制活性是保持分化潜能与功能活性的关键。

5. 生物反应器过程监控
   实时检测细胞活性，用于调整培养参数与优化生产效率。

十一、性能验证与实例数据

在实验室对CHO细胞进行检测时，通过Countess 3和人工计数比较结果如下：

平均偏差约为±1%，说明Countess 3活细胞比例测量高度准确。

十二、常见问题与解决方案

十三、提高活细胞比例检测准确性的建议

1. 确保样品新鲜制备，避免长时间放置；

2. 严格控制染料比例和反应时间；

3. 定期校准仪器光学系统；

4. 保持载片清洁无尘；

5. 检测结束后保存图像以便结果复核；

6. 在不同批次实验中使用相同的操作标准；

7. 对不同细胞类型建立专属算法模板，提高识别准确度。

十四、仪器性能优势总结

• 快速检测：单样品检测时间<10秒；

• 高精度识别：AI算法自动区分活死细胞，误差<3%；

• 操作简便：一键自动聚焦与分析；

• 兼容多种染料：支持明场与荧光检测；

• 数据可追溯：自动生成图像、表格与统计报告；

• 高重复性：不同操作者间结果差异<5%。

这些优势使Countess 3在细胞活性检测领域成为主流标准仪器。